ESTABELECIMENTO IN VITRO DE OLIVEIRA (Olea europaea L.) CV. KORONEIKI EM MEIOS DE CULTURA COM COMBINAÇÕES DE ZEATINA E GA3

DONINI1, Lorena Pastorini; SCHUCH2, Márcia Wulff; RIBEIRO3, Mirian de Farias; SOUZA4, Joseane Almeida de; SOARES3; Gustavo Campos 

 Bióloga, doutoranda em Agronomia (Fruticultura de Clima Temperado), Laboratório de Micropropagação de Plantas Frutíferas, Departamento de Fitotecnia, FAEM, UFPel, lorenadonini@yahoo.com.br
2Engenheira Agrônoma, Dra., Professora do Departamento de Fitotecnia, FAEM/UFPel. Laboratório de Micropropagação de Plantas Frutíferas, Departamento de Fitotecnia, FAEM, UFPel, marciaws@ufpel.tche.br 
3Laboratório de Micropropagação de Plantas Frutíferas, Departamento de Fitotecnia, FAEM, UFPel. Bolsista PIBIC/CNPq, mirianpelotas@yahoo.com.br 
4Engenheira Agrônoma, doutoranda em Agronomia (Fruticultura de Clima Temperado), Laboratório de Micropropagação de Plantas Frutíferas, Departamento de Fitotecnia, FAEM, UFPel, joseas@ufpel.tche.br 

1. INTRODUÇÃO

A oliveira (Olea europaea L.) pertence à família Oleaceae, na qual estão incluídos cerca de 30 gêneros. O cultivo de oliveiras adquiriu especial relevância em todo o mundo, pelo fato de o azeite de oliva ser benéfico à saúde humana, pela sua comprovada eficácia na proteção de enfermidades cardiovasculares e por ser muito utilizado como veículo na confecção de produtos farmacêuticos (Awan et al., 2003; Pio et al., 2005).
A propagação vegetativa ou assexuada de plantas frutíferas é a mais recomendada, pois ela possibilita a manutenção das boas características da planta. A multiplicação de plantas frutíferas por via vegetativa pode ser feita de várias maneiras, sendo que cada espécie se adapta melhor a cada uma delas (Donadio et al., 2002).
Um aspecto fundamental para realizar a micropropagação de uma planta frutífera é o domínio da tecnologia de propagação em laboratório, chamada de protocolo, o qual é o resultado de estudos realizados com os fatores que afetam o crescimento e o desenvolvimento das plantas in vitro. De acordo com Khan et al. (2002) os reguladores de crescimento e o meio de cultura são fatores essenciais para a proliferação e regeneração de oliveira. 
De acordo com Pio et al. (2005) o Brasil é um dos maiores importadores de produtos de oliveira da América do Sul, sendo a Argentina um dos maiores fornecedores, além da Espanha e Portugal. Estes autores ressaltam que, até os dias de hoje, a Olivicultura no Brasil não se tornou uma alternativa rentável e viável para os produtores, devido principalmente a manejos inadequados e falta de conhecimento de modernas técnicas de formação e condução dos pomares. Em vista disso, a cultura de tecidos pode ser uma prática viável para a propagação da oliveira. Este trabalho teve como objetivo avaliar a combinação de zeatina e ácido giberélico no estabelecimento in vitro de oliveira cv. Koroneiki.

2. MATERIAIS E MÉTODOS

O presente trabalho foi realizado no Laboratório de Micropropagação de Plantas Frutíferas, Departamento de Fitotecnia da Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel, da Universidade Federal de Pelotas, RS. 
Para o estabelecimento in vitro foram utilizados segmentos nodais com aproximadamente 1cm de comprimento, obtidos de brotações novas de plantas de oliveira cultivar Koroneiki, mantidas em casa de vegetação. Em laboratório foram retiradas as folhas na altura do pecíolo e o material foi desinfestado com imersão em álcool 70% por 30 segundos, seguido de imersão em solução de hipoclorito de sódio (2,5%), adicionado de uma gota de Tween 20, durante 15 minutos. Após este período, o material foi lavado por 3 vezes em água destilada esterilizada e retirado os explantes (segmentos nodais).
Os meios de cultura utilizados foram constituídos pelos sais e vitaminas de WPM (Lloyd & McCown, 1980) adicionados de duas concentrações de zeatina (10 e 20µM) combinadas ou não com 10µM de GA3 (ácido giberélico). O pH foi ajustado antes da inclusão do ágar (0,8%) e autoclavado a 121ºC e 1,5 atm por 20 minutos. Foram utilizados tubos de ensaio (20 x 150mm) com 8mL de meio de cultura. Após a inoculação, os explantes foram mantidos em sala de crescimento a 25 ± 2ºC, no escuro por um período de sete dias, visando a diminuição de oxidação. Depois disso o material foi transferido para luz, fotoperíodo de 16 horas e densidade de fluxo de fótons de 27mol m-2 s-1.
Os tratamentos constituiram-se de duas concentrações de zeatina (10 e 20µM) e GA3 (com e sem 10µM), totalizando 4 tratamentos. O delineamento experimental utilizado foi inteiramente casualizado com quatro repetições por tratamento, onde cada repetição constitui-se de cinco tubos, com um explante cada. Foram realizadas avaliações aos 14, 21 e 28 dias quanto à percentagem de contaminação bacteriana, percentagem de contaminação fúngica e percentagem de explantes oxidados. Aos 45 dias de cultivo o material foi avaliado quanto à percentagem de sobrevivência, indicada pela coloração verde do segmento nodal, e quanto à percentagem de estabelecimento, que foi determinado pelo desenvolvimento de primórdios foliares (presença de folhas ou brotações).
Os dados foram submetidos à análise de variância e as médias dos tratamentos comparadas estatisticamente pelo teste de Duncan, através do uso do programa estatístico SANEST (Zonta & Machado, 1984). 

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Não foram observadas contaminação bacteriana e oxidação durante as avaliações. Para a variável percentagem de contaminação fúngica e estabelecimento não houve diferenças entre os tratamentos, a média de contaminação fúngica observada foi de 26,3% (aos 28 dias) e estabelecimento 51,05%. Rocha et al. (2005) observaram médias de 99,6% de estabelecimento in vitro de segmentos nodais de Prunus Mr.S. 2/5, e assim, como no presente trabalho, não observaram explantes oxidados. No estabelecimento in vitro de meristemas de Pyrus spp., Erig & Fortes (2002) observaram taxa de contaminação (fúngica + bacteriana) de 18,8%. Para cultivares de macieira, Erig & Schuch (2003) obtiveram taxa quase nula de contaminação fúngica (1,4%).
Para sobrevivência de explantes de oliveira, observou-se diferenças significativas para presença e ausência de GA3, onde houve maior percentagem de sobrevivência quando utilizados os meios sem adição de GA3. No entanto, observou-se que os explantes estabelecidos em meio com combinação de zeatina e GA3 apresentaram formação de calos nas extremidades cortadas dos explantes (Tabela 1). Khan et al. (2002) no cultivo in vitro de oliveira cv. Leccino não observaram calos quando utilizaram concentrações de 0-8µM de GA3, somente quando utilizaram KIN e BAP, ao contrário do presente trabalho, onde observou-se formação de calos quando adicionado GA3 ao meio de cultura em combinação com zeatina. Khan et al. (2002) atribuem formação de calos ao acúmulo de citocininas nos brotos.  

Tabela 1: Média de sobrevivência, estabelecimento e formação de calos de explantes de oliveira cv. koroneiki em meios de cultura com combinações de zeatina e GA3
GA3	Variáveis	
	Sobrevivência (%)	Formação de calos (%)	
Sem	82,57 a	11,11 b	
Com	53,50 b	50,00 a	
Médias seguidas de mesma letra minúsculas nas colunas não diferem entre si pelo teste de Duncan ao nível de 5% de significância.

4. CONCLUSÕES

Conclui-se que a combinação de zeatina e GA3 não é eficaz para o estabelecimento in vitro de oliveira cv. Koroneiki; como não houve diferença entre concentrações de zeatina, a utilização de 10µM já é suficiente e proporciona redução dos custos laboratoriais.

5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

AWAN, A.A.; IGBAL, A.; JAYED, M.; IDRIS, G. Response of olive hard wood cuttings to different growth media and basal injuries for propagation. Asian Journal of Plant Sciences, 2003, v.2, n.12, p.883-886.
DONADIO, L.C.; MÔRO, F.V.; SERVIDONE, A.A. Frutas Brasileiras. Jaboticabal: Novos Talentos, 2002. 288p.
ERIG, A.C.; FORTES, G.R.L. Estabelecimento de pereira (Pyrus spp.) in vitro a partir de meristemas e gemas. Ciência Rural, 2002, v.32, n.4, p.577-582.
ERIG, A.C.; SCHUCH, M.W. Tipo de explante e controle da contaminação e oxidação no estabelecimento in vitro de plantas de macieira (Malus domestica BORKH.) cvs. Galaxy, Maxigala e Mastergala. Revista Brasileira de Agrociência, 2003, v.9, n.3, p.221-227.
KHAN, M.R.; RACED, H.; CARWASH, A. Development of aseptic protocols in olive (Olea europa L.) cv. Pantaloon. Asian Journal of Plant Sciences, 2002, v.1, n.3, p.220-221.
LLOYD, G.; MCCOWN, B. Commercially-feasible micropropagation of mountain laurel, kalmia latifolia, by use os shoot-tip culture. Combined Proceedings International Plant Propagators Society, 1980, v. 30, p. 421- 427.
PIO, R.; BASTOS, D.C.; BERTI, A.J.; SCARPANE FILHO, J.A.; MOURÃO FILHO, F.AA.; ENTELMANN, F.A.; ALVES, A.S.R.; NETO, J.E.B. Enraizamento de diferentes tipos de estacas de oliveira (Olea europaea L.) utilizando ácido indolbutírico. Ciência Agrotecnológica, 2005, v. 29, n. 3, p. 562-567.
ROCHA, P.S.G.; SCHUCH, M.W.; BIANCHI, V.J.; FACHINELLO, J.C.; MISTURA, C.C. Tipo de explante e estado físico do meio no estabelecimento in vitro do porta-enxerto de Prunus MR.S.2/5. Revista Científica Rural, 2005, v.10, n.2, p.102-107.
ZONTA, E.P., MACHADO, A.A. SANEST – Sistema de análise estatística para microcomputadores. Pelotas: DMEC/IFM/UFPel, 1987. 138p.