ESTABELICIMENTO DE BIOCONTROLADORES DE Meloidogyne incognita 
RAÇA 2 EM SOLO SOB CULTIVO DE FIGUEIRA
SCHÄFER, Jaqueline Tavares 1,2; MOURA, Andréa Bittencourt 1,3; AFONSO, Ana Paula Schneid 1,4 ; ARDUIM, Gisele da Silva 5; GOMES, César Bauer 6

1 Universidade Federal de Pelotas, 2 Estudante Graduação Agronomia, 3 Professora Orientadora, 
1,4 Doutora, 5 Doutoranda UPF, 6 Pesquisador EMBRAPA-CPACT - Universidade Federal de Pelotas/ FAEM/DFs - Campus Universitário s/nº, C.P. 354, CEP: 96010-900. jaquelinets@uol.com.br 

1 – INTRODUÇÃO

A figueira (Ficus carica L.) é uma frutífera de clima subtropical cuja produção de frutas chega a 26,84 mil toneladas em uma área de 3.113 mil ha, com um rendimento médio de 8.621 kg/ha. O Rio Grande do Sul ocupa uma área de 2.044 ha, correspondendo a 60% da área ocupada por esta atividade no país. Embora o RS apresente uma grande área de figueira plantada, a produtividade alcançada (5.512 kg/ha), quando comparada com outras regiões produtoras, é considerada baixa [4].
A figueira apresenta vários problemas fitossanitários, entre eles o ataque por fitonematóides causadores de galhas. O agente etiológico das galhas é Meloidogyne incognita, espécie considerada de maior impacto, causando grandes danos a esta frutífera [2]. O controle de nematóides na figueira poderia ser realizado pelo uso de porta-enxertos resistentes, porém estes não estão disponíveis no mercado brasileiro [7] e, pelo controle químico, porém, ainda não há registro de produtos com este fim. Então, o controle biológico aparece como um método alternativo e aceito ecologicamente. 
Arduim e colaboradores (2005) selecionaram bactérias com potencial para controle de Meloidogyne incognita raça 2 in vitro. Porém, é sabido que para que o controle in vivo seja eficiente, o biocontrolador tem que atingir nível populacional alto, portanto, necessita estabelecer e dominar a microbiota na zona de interação patógeno-hospedeiro [6].
A produção de antibióticos é freqüente na natureza [3] e, é um importante fator na competição da microbiota do solo. O biocontrolador que possui esta capacidade aumenta sua possibilidade de estabelecimento [8].
	Este trabalho teve o objetivo de avaliar o estabelecimento das bactérias selecionadas para o controle de Meloidogyne incognita raça 2 no solo sob cultivo de figueira, bem como verificar se ocorreu participação de produção de antibióticos neste processo.

2 - MATERIAL E MÉTODOS
2.1 - Isolados bacterianos
Os isolados utilizados foram selecionados in vitro para o controle de Meloidogyne incognita raça 2 [1] e são apresentados na Tabela 1.

Tabela 1 - Identificação e habitat dos 16 isolados bacterianos utilizados

Isolados	     Identificação***	Habitat	
UFV0006*	 Escherichia coli	Raízes de mucuna-preta	
UFV0025*	Enterobacter intermedius	Raízes de cravo de defunto	
UFV0057*	Pseudomonas putida	Raízes de mucuna-preta	
DFs0093**	Bacillus cereus	Solo	
DFs0490**	Não identificado	Endofítico alho	
DFs0769**	Bacillus cereus	Vagens de feijoeiro	
DFs0843**	Rhodococus fascians	Folhas de feijoeiro	
DFs0912**	Rhodococus fascians	Folha de feijão	
DFs1414**	Bacillus sp.	Rizosfera de tomate	
DFs1422**	Pseudomonas sp.	Rizosfera de tomate	
DFs1708	Não identificado	Rizosfera de figueira	
DFs1710	Não identificado	Rizoplano de figueira	
DFs1726	Não identificado	Rizoplano de figueira	
DFs1727	Não identificado	Rizosfera de figueira	
DFs1730	Não identificado	Rizosfera de figueira	
DFs1742	Não identificado	Rizosfera de figueira	
* Isolado cedido pelo Dr. Leandro G. Freitas/UFV;
** Coleção do Laboratório de Bacteriologia/DFs/FAEM/UFPel.
*** Seqüenciamento do gene 16S rDNA (dados não publicados)

2.2 – Condução da figueira
	Mudas de figueiras (raízes nuas) foram microbiolizadas com 16 diferentes bactérias (tabela 1). Noventa dias após o plantio das mudas, o solo foi infestado com as mesmas bactérias. Decorridos mais três meses, o solo foi infestado com Meloidogyne incognita raça 2. Ao final  de um ano do plantio, solo de rizosfera foi separado para avaliação de estabelecimento na rizosfera.

2.3 – Avaliação do estabelecimento dos biocontroladores na rizosfera
Suspenderam-se 10g de solo coletado da rizosfera de figueira (item 2.2) em 90mL de solução salina (0,85% NaCl), sob agitação durante 30 minutos. Após agitação, foram obtidas diluições seriadas e destas foram retiradas alíquotas de 100 µL das diluições de 10-3 a 10-6,  para semeio em placas de Petri contendo meio 523 [5].
As placas foram incubadas por 24 horas a 28 °C para posterior contagem de unidades formadoras de colônias (U.F.C). Foi observado ocorrência ou não de colônias com características culturais diferentes  daquelas do isolado utilizado em cada um dos tratamentos. Para cada tratamento foram utilizadas 4 repetições sendo o ensaio conduzido em blocos ao acaso.

2.4 – Avaliação da participação de antibiose no processo de estabelecimento
Os 16 isolados bacterianos avaliados foram repicados individualmente para meio líquido 523 [5]. Após o crescimento, 100 µL destas bactérias foram semeados em placas de Petri contendo o mesmo meio, sendo estas incubadas durante 72 horas a 28 °C. Após este período, o crescimento bacteriano foi retirado com algodão, e a placa foi, então, exposta durante 30 minutos ao vapor de clorofórmio para inativação das células bacterianas remanescentes. 
Estas placas, foram então, semeadas com 100µL das suspensões utilizadas no item 2.3, sendo este ensaio conduzido e avaliado de forma similar ao anterior.

3 – RESULTADOS E DISCUSSÃO

Todas as bactérias utilizadas para microbiolizar mudas de figueira e infestar o solo permitiram aumento da população bacteriana do solo sob cultivo de figueira em relação ao solo da testemunha, mesmo após um ano da aplicação (Tabela 2). Por outro lado, o isolado DFs1414 que reduziu em 23% o total de bactérias no solo.

Tabela 2: Número de unidades formadoras de colônias e crescimento de outras bactérias em placas, com e sem prévio crescimento das bactérias biocontroladoras (antibiose).

ISOLADO	UFC / g de solo	Crescimento de outras bactérias	
	Com antibiose	Sem antibiose	Com antibiose	Sem antibiose	
UFV 0006	> 2,7x1010	5,45x109	+	+	
UFV 0025	> 2,7x1010	3,54x109	+	+	
UFV 0057	> 2,7x1010	6,14x109	+	+	
DFs 0093	> 2,7x1010	9,30x109	-	+	
DFs 0490	> 2,7x1010	> 2,7x1010	+	+	
DFs 0769	> 2,7x1010	1,52x109	-	+	
DFs 0843	0	> 2,7x1010	+	+	
DFs 0912	> 2,7x1010	> 2,7x1010	+	+	
DFs 1414	> 2,7x1010	8,45x108	-	+	
DFs 1422	> 2,7x1010	1,41x109	-	+	
DFs 1708	> 2,7x1010	3,45x109	-	-	
DFs 1710	> 2,7x1010	2,14x109	+	+	
DFs 1726	> 2,7x1010	3,66x109	-	+	
DFs 1727	> 2,7x1010	> 2,7x1010	-	-	
DFs 1730	> 2,7x1010	2,36x109	-	+	
DFs 1742	> 2,7x1010	4,52x109	-	+	
Testemunha	-----------	1,09x109	-----------	+	

Nove das bactérias testadas (DFs0093, DFs0769, DFs1414, DFs1422, DFs1708, DFs1726, DFs1727, DFs1730 e DFs1742) produziram compostos que impediram o crescimento de outras bactérias nas placas de antibiose embora bactérias com outras características culturais estivessem presentes no solo uma vez que nas placas sem antibiose houve crescimento de bactérias com características diversas e diferentes daquelas apresentadas pelos isolados avaliados.
	Outro padrão foi apresentado por quatro bactérias usadas (DFs0006, DFs0025, DFs0057e DFs1710), em que a produção de pelo menos um composto reduziu a população das outras bactérias presentes no solo, sem, no entanto, afetar a todas elas uma vez que nas placas com e sem antibiose (tabela 2) surgiram bactérias com outras características culturais. 
As bactérias introduzidas nas mudas e solos puderam estabelecer e manter uma população maior do que aquela observada na testemunha. Pode-se aventar que os compostos produzidos por estas desempenharam importante papel, uma vez que conferiram a estas, vantagem competitiva, tornando possível a elas predomínio observado nas placas sem antibiose. Este fato é relevante, pois não há controle biológico eficaz sem que haja colonização efetiva do solo onde se encontra a planta hospedeira. [3] [6] [8].

4 – CONCLUSÕES

	As bactérias avaliadas apresentam  capacidade de se multiplicar na rizosfera de figueira e produzir compostos antimicrobianos que lhes confere uma vantagem competitiva, e, assim,  sobreviver por longos períodos no solo.

5 – REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

[1] ARDUIM, G.da S.; GOMES, C.B.; MOURA, A.B. Effect of rhizobacteria on the hatching and mortality of Meloidogyne incognita juveniles from fig plant. In: XXXVII Annual Meeting, 17 al 21 out. Viña del Mar/Chile. Abstracts. p.85, 2005.
[2] CAMPOS, V.P. Nematóides na cultura da figueira. Informe Agropecuário, v.18, n.188, p.33-38, 1997.
[3] COOK, R.J.; BRUCKART, W.L.; COULSON, J.R.; GOETTEL, M.S.; HUMBER, R.A.; LUMSDEN, R.D.; MADDOX, J.V.; McMANUS, M.L.; MOORE, L.; MEYER, S.F.; QUIMBY JR., P.C.; STACK, J.P.; VAUGHN, J.L. Safety of microorganisms intended for pest and plant disease control: a framework for scientific evaluation. Biological Control, v.7, p.333 – 352, 1996.
[4] IBGE. Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística. Disponível em: http://www.ibge.gov.br/. Acesso em 10/2005.
[5] KADO, C.I.; HESKETT, M.G. Selective media for isolation of Agrobacterium, Corynebacterium, Erwinia, Pseudomonas and Xanthomonas. Phytopathology, v.60, p.969-976, 1970.
[6] KING, E.B.; PARKE, J.L. Population density of biocontrol agent Burkholderia cepacia AMMDR1 on four pea cultivars. Soil Biology and Biochemistry, v.28, n.3, p.307 – 312, 1996.
[7] SANTOS, J. M.; MAIA, A.S. Nematóide da figueira (Ficus carica L.). In: Simpósio Brasileiro sobre a cultura da Figueira. Ilha Solteira, p.135-149, 1999.
[8] SLININGER, P.J.; Van CAUWENBERGE, J.E; BOTHAST, R.J; WELLER, D.M. THOMASHOW, L.S.; COOK. R.J. Effect of growth culture physiological state, metabolites, and formulation on the viability, phytotoxicity, and efficacy of the take-all biocontrol agent Pseudomonas fluorescens 2-79 stored encapsulated on wheat seeds. Applied Microbiology and Biotechnolology. V.45, p. 391–398, 1996.