EFEITO DO TEMPO DE EXPOSIÇÃO AO AIB NO MEIO DE CULTURA NO ENRAIZAMENTO IN VITRO DE MIRTILO 

SOARES, Gustavo Campos1, DAMIANI, Cláudia Roberta2, SCHUCH, Márcia Wulff3 
1 Aluno do curso de Engenharia Agronômica, Bolsista de iniciação científica CNPq. E-mail: gsoares.faem@ufpel.edu.br
2,3 Laboratório de Micropropagação de Plantas Frutíferas, Departamento de Fitotecnia – FAEM/UFPel
Campus Universitário  – Caixa Postal 354 – CEP 96010-900. 

1.	INTRODUÇÃO

O sucesso da micropropagação e do enraizamento in vitro, é dependente do meio de cultura para cada espécie cultivada e da adaptação do mesmo para cada cultivar (Zimmerman, 1981). Particularmente o enraizamento, é dependente da ação das auxinas. De acordo com De Klerk (2002), o sinal emitido pela  auxina, mediado pelo etileno, desencadeia a divisão celular para a formação de raízes adventícias. Por outro lado, o mesmo autor, considera que a auxina é fundamental, somente na primeira fase do enraizamento (2-3 dias), após este período, não é mais necessária no processo, podendo até mesmo causar um efeito inibitório na formação das raízes adventícias quando usado por períodos maiores que cinco dias. Segundo Caboni & Damiano (2006), em Juglans regia L., a transferência dos explantes, após a fase de indução em meio suplementado com AIB, para um meio livre de hormônios (fase de expressão), é um fator fundamental no enraizamento desta espécie. Mackay (1996), estudando o enraizamento in vitro de Texas madrone (Arbutus xalapensis), uma espécie ornamental da família das Ericaceae, verificou que microestacas tratadas com 6,1 M AIB suplementado ao meio de cultura por uma semana, seguido da transferência para meio livre de AIB por quatro semanas, apresentaram uma porcentagem de enraizamento de 83%. Ostrolukcá et al. (2004), trabalhando com diferentes cultivares de mirtilo, obtiveram cerca de 80 à 95% de enraizamento utilizando 0,8 mg.L-1 de AIB adicionado ao meio de cultura, porém, os mesmos autores, ressaltam que esta porcentagem varia entre cultivares. O objetivo deste experimento foi determinar a melhor concentração e o tempo de cultivo das microestacas em meio com AIB  e com AIB seguido de transferência para meio livre de regulador, no enraizamento in vitro e aclimatização de mirtilo, além de confrontar a capacidade de enraizamento de duas cultivares, Climax e Gergiagem, pertencentes a diferentes espécies (V. ashei Reade e V. corymbosum) e grupos distintos, Rabbiteye e Highbush. 

2.	MATERIAL E MÉTODOS

Este trabalho foi desenvolvido no Laboratório de Micropropagação de Plantas Frutíferas e na casa de vegetação, do Depto. de Fitotecnia, FAEM/UFPel, Pelotas, RS. Primeiro experimento – enraizamento in vitro: segmentos caulinares com seis gemas, com o ápice caulinar e folhas de duas cultivares de mirtilo, Climax (Vaccinium ashei Reade) e Georgiagem (Vaccinium corymbosum), cultivados in vitro, foram utilizados como explantes. O meio de cultura constituiu-se de WPM (Wood Plant Media – Loyd & McCown, 1980), adicionado de mio-inositol (100 mg.L-1), sacarose (30 g.L-1) e ágar (6 g.L-1). O pH foi ajustado para 5,0 antes da adição do ágar. O meio de cultura foi autoclavado à 120ºC e 1,5 atm, por 20 minutos e distribuídos em frascos de 250 mL contendo 30 mL de meio. Os tratamentos consistiram de cinco concentrações de ácido indolbutírico- AIB (0, 3, 6, 9 e 12 µM), adicionadas ao meio de cultura e dois períodos de cultivo das microestacas em meio com AIB (uma semana em meio com AIB + sete semanas em meio sem AIB e oito semanas em meio com AIB). Os frascos de cultivo foram mantidos em sala de crescimento, com 16 horas de fotoperíodo, densidade de fluxo de fótons do período de luz de 42 µmol. m-2. s-1 e temperatura de 25 ± 2ºC. O delineamento experimental utilizado foi inteiramente casualizado, fatorial 2x2x5, com quatro repetições por tratamento. Cada repetição constituiu-se de um frasco com cinco explantes. Aos 60 dias de cultivo, foram avaliados o número médio de raízes; comprimento médio da maior raiz e porcentagem de enraizamento. O número médio de raízes foi transformado em √(X+0,5) e a porcentagem de enraizamento em arcoseno(X/100) e após à análise de variância, as médias foram comparadas pelo teste de Duncan (p ≤ 0,05) (Machado et al., 1999). Segundo experimento – aclimatização: Após a avaliação do enraizamento, as plantas enraizadas provenientes dos dois tratamentos com AIB, foram separadas por concentração do regulador e transferidas para bandejas contendo Plantmax® como substrato e aclimatizadas. O período de aclimatização, realizou-se em duas fases, a primeira em sala de crescimento e a segunda em casa de vegetação. Aos 60 dias de aclimatização, avaliou-se a porcentagem de sobrevivência.

3.	RESULTADOS E DISCUSSÃO

As maiores porcentagens de enraizamento para ambas as cultivares (Figura 1), foram observadas em explantes tratados com AIB por uma semana seguido da transferência para meio livre de regulador, destacando-se a cultivar Georgiagem com melhor índice de enraizamento (100%). Quando mantidos por 60 dias em meio de cultura contendo regulador, observou-se maior eficiência de AIB em concentrações mais baixas, 3 µM para Georgiagem e 6 µM para Climax. O efeito positivo da  transferência dos explantes, após a fase de indução em meio suplementado com AIB, para meio livre de regulador (fase de expressão) também foi verificado em outras culturas, como em Juglans regia por Caboni e Damiano (2006), em Texas madrone (Arbutus xalapensis) por Mackay (1996). Segundo De Klerk (2002), durante o enraizamento in vitro, o efeito da auxina durante a fase de indução, está intimamente relacionado ao metabolismo do etileno. A aplicação exógena de auxina, promove a síntese do ACC, precursor do etileno, que provavelmente torna o tecido competente para responder ao sinal rizogênico da auxina. Por outro lado, se a auxina for mantida em elevadas concentrações após o período de indução, ocorrerá a acumulação de etileno e o bloqueio do enraizamento (De Klerk, 2000). 
Quanto ao número médio de raízes (Figura 2), observou-se que explantes mantidos em meio de cultura contendo AIB durante todo o experimento, apresentam maior número de raízes em concentração mais baixas de regulador de crescimento (3 µM), sendo verificado um ponto de máxima equivalente a 7,13 µM. No entanto, quando os explantes foram transferidos após uma semana para meio livre de AIB, explantes que receberam maiores concentrações de AIB, 6 e 9 µM,  apresentaram maior número de raízes e maior comprimento (Figura 3). Com relação a porcentagem de sobrevivência durante a aclimatização, a cv. Georgiagem apresentou maiores taxas de sobrevivência, quando comparada à cv. Climax, chegando a 100% de sobrevivência para os explantes enraizados na ausência de AIB. Resultados semelhantes, porém utilizando como substrato uma mistura de turfa com perlite, foram obtidos por Gonzalez et al. (2000) em plantas de V.  corymbosum L. cv. Berkeley. 

Figura 1. Porcentagem de enraizamento de mirtilo, cvs. Climax (C) e Georgiagem (GG), após 60 dias, em função da concentração de AIB, cultivar e período de manutenção no meio com AIB. T= uma semana AIB e M= 60 dias AIB.

Figura 2. Número médio de raízes de mirtilo, após 60 dias, em função da concentração de AIB. T= uma semana AIB e M= 60 dias AIB.

Figura 4. Porcentagem de sobrevivência durante aclimatização de mirtilo, cvs. Climax e Georgiagem, após 60 dias, em função da concentração de AIB.

Figura 3. Comprimento médio da maior raiz de mirtilo, cvs. Climax e Georgiagem em função da concentração de AIB.

4.	CONCLUSÃO

Concluiu-se que o AIB em baixas concentrações é o melhor meio de enraizamento, sendo suficiente a adição de 3 µM ao meio de cultura e mantido por uma semana, seguido do cultivo em meio livre de regulador. Entre as duas cultivares avaliadas, Georgiagem tem maior capacidade de enraizamento e maior habilidade de sobrevivência durante aclimatização.

5.	AGRADECIMENTOS

Este trabalho foi desenvolvido com o apoio do Ministério da Ciência e Tecnologia (MCT); Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq); Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio Grande do Sul (FAPERGS).

6.	REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

CABONI, E. & DAMIANO, C. In vitro propagation of walnut (Juglans regia L.): critical factors for the induction of the rooting response. Acta Horticulturae (ISHS), vol. 705, p. 329-333, 2006.
DE KLERK, G.J. Rooting of microcuttings: Theory and practice. In Vitro Cellular and Developmental Biolology, Planta, vol. 38, p.415-422, 2002.
DE KLERK, G.J. Rooting treatment and the ex vitrum performance of micropropagated plants. Acta Horticulturae (ISHS), vol. 530, p. 277-288, 2000.
GONZALEZ, M.V.; LOPEZ, M. VALDES, A.E.; ORDAS, R.J. Micropropagation of three berry fruit species using nodal segments from field-grown plants. Annals of Applied Biology, Cambridge, vol. 137, p.73-78, 2000.
LLOYD, G. & McCOWN, B. Commercially-feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot-tip culture. Combined Proceedings International Plant Propagators Society, v.30, p.421-427, 1980.
MACHADO, A. A.; SILVA, J. G. C.; SILVEIRA Junior, P. CONCEIÇÃO, A. R. Winstat-sistema de análise estatística para windows. 1999.
MACKAY, W.A. Micropropagation of Texas madrone, Arbutus xalapensis H.B.K. Horticulturae Science, vol. 31, n. 6, p. 1028-1029, 1996.
OSTROLUCKÁ, M.G. LIBIAKOVÁ, G.; ONDRUßKOVÁ, E.; GAJDOßOVÁ, A. In vitro propagation of Vaccinium species. Acta Universitatis Latviensis, Biology, vol. 676, p. 207-212, 2004.
ZIMMERMAN, R.H. Micropropagation of fruit plants. Acta Horticulturae (ISHS), vol. 120, p.217-22, 1981.