ESTABELECIMENTO IN VITRO DE ESPÉCIES DE ARÁCEAS ORNAMENTAIS:
I. DESINFESTAÇÃO COM DIFERENTES CONCENTRAÇÕES DE CLORO ATIVO

Donini, L. P.*; Ferreira - Moura, I.,; Souza, J. A.; Guisso, A. P.;
Pereira - Barbosa, L., Rosa, D.L. da; Viégas,J. 

Laboratório de Biologia Celular-DZG-IB-UFPEL - Campus Universitário s/n- CEP 96010-900
*lorenadonini@yahoo.com.br

1.	INTRODUÇÃO

A produção de flores e plantas ornamentais abrange desde o cultivo de flores de corte e plantas envasadas, floríferas ou não, até a produção de sementes, bulbos e mudas de árvores de grande porte. É um setor altamente competitivo, que exige a utilização de tecnologias avançadas, profundo conhecimento técnico pelo produtor e um sistema eficiente de distribuição e comercialização [11]. O mercado de plantas ornamentais está em crescimento, no Brasil e no mundo, o que traz a necessidade da melhoria da qualidade de mudas. Este incremento de qualidade pode ser obtido através da micropropagação, que gera mudas isentas de fitopatógenos e com fenótipo e genótipo homogêneos [9]. A propagação clonal, além da introdução de novas variedades, permite a formação de banco de germoplasma e a provisão de estoque de plantas sadias e homogêneas. A grande vantagem desta técnica é a obtenção de uma grande quantidade de plantas de elevada qualidade num período de tempo bastante reduzido [2].
Um dos grandes problemas encontrados na micropropagação é a obtenção de material em condições ideais para o estabelecimento in vitro. Os pré-tratamentos de desinfestação são essenciais para a obtenção de um bom resultado no processo de cultivo in vitro, pois permitem a assepsia do tecido que originará o explante, eliminando microorganismos exógenos [4, 8].
Hirata & Mancini Filho [6] ressaltam que, além do álcool etílico, de ação germicida e surfactante, são utilizados vários produtos liberadores de cloro, sendo mais utilizados os inorgânicos, como os hipocloritos de sódio, cálcio e lítio, e os orgânicos, como o ácido dicloroisocianídrico e seus sais sódicos e potássicos e o ácido tricloroisocianídrico. O mecanismo de ação do cloro ativo não é bem conhecido, há sugestão de que se combina com proteínas da membrana celular dos microrganismos, formando compostos tóxicos e levando à inibição das enzimas essenciais. A eficácia do cloro é maior em soluções com pH de 5 a 8, quando ocorre a formação do ácido hipocloroso (HOCl), forma mais ativa como desinfestante. Sua eficácia decresce com o aumento de pH, pois os íons hipocloritos (OCl-) predominam nas soluções alcalinas fortes e constitui a forma menos ativa.
	Objetivando otimizar o processo de produção de mudas de qualidade, via cultura de tecidos, realizou-se avaliação de várias concentrações de cloro ativo para a desinfestação de lâminas foliares de 14 espécies de aráceas ornamentais.

2.	MATERIAL E MÉTODOS

Foram utilizadas lâminas foliares das espécies Monstera deliciosa, Dieffenbachia sp., Philodendron sp., P. undulatum, Scindapsus pictus, S. aureus, Spathiphyllum wallisii, Syngonium sp., S. podophyllum, Zantedeschia aethiopica (var. verde), Z. aethiopica (var. branca), Z. eliottiana (genótipo 1), Z. eliottiana (genótipo 2) obtidas de floriculturas e jardins da cidade de Pelotas e de Anthurium gaudichaudianum, coletado em mata da região de Torres, RS. Lâminas foliares foram excisadas das plantas-mãe, lavadas em água corrente/5’ e água destilada/3x. Na câmara de fluxo laminar, as folhas foram mergulhadas em álcool 70%/30’’, lavadas em água destilada estéril/3x e imersas em soluções de hipoclorito de sódio comercial (0,0%; 0,5%; 1,0%; 1,5% e 2,0% de cloro ativo)/20’. Após, foram cortados os explantes (1cm2) e colocados em tubo de ensaio/10 mL de meio MS [7], com a face adaxial em contato com o meio. 
A unidade experimental foi composta por 5 tubos/repetição. O delineamento foi inteiramente casualizado, com 4 repetições/tratamento. Os explantes foram incubados em câmara de crescimento/escuro/25  2°C/14 dias e avaliados quanto à contaminação. Foi feita a análise da variação e o teste de Duncan ( = 0,05) [14].

3.	RESULTADOS E DISCUSSÃO

Verificou-se que não houve diferenças significativas entre as concentrações de cloro ativo para Monstera deliciosa, Philodendron undulatum e Syngonium sp, sendo que as demais espécies apresentaram diferenças significativas entre os tratamentos de desinfestação. 

Explantes contaminados, de 14 espécies e variedades da família Araceae, após desinfestação das lâminas foliares com 0,0%; 0,5%; 1,0%; 1,5% e 2,0% de cloro ativo e incubação por 14 dias
Espécies estudadas	Concentração de cloro ativo (%)	
	0,0	0,5	1,0	1,5	2,0	
Anthurium gaudichaudianum	1,34 b	1,34 b	0,00 b	100,00 a	0,00 b	
Dieffenbachia sp.	100,00 a	11,61 b	1,34 b	0,00 b	8,02 b	
Monstera deliciosa	5,28 a	5,28 a	0,00 a	0,00 a	0,00 a	
Philodendron undulatum	11,61 a	5,28 a	0,00 a	0,00 a	1,34 a	
Philodendron sp.	97,10 a	38,51 b	23,71 b	14,65 b	14,65 b	
Scindapsus aureus	100,00 a	89,03 a	33,21 b	23,71 bc	1,34 c	
Scindapsus pictus	100,00 a	1,34 b	4,83 b	0,00 b	1,34 b	
Spathiphyllum wallisii	100,00 a	0,00 b	4,83 b	14,64 b	2,90 b	
Syngonium podophyllum	100,00 a	19,57 b	24,13 b	0,00 c	0,00 c	
Syngonium sp.	1,33 a	0,00 a	0,00 a	0,00 a	0,00 a	
Zantedeschia  aethiopica (var. branca)	100,00 a	65,10 b	15,38 c	1,33 c	4,82 c	
Zantedeschia  aethiopica (var. verde)	100,00 a	94,72 ab	97,10 ab	44,48 c	71,43 bc	
Zantedeschia eliottiana (genótipo 1)	24,13 a	5,28 ab	0,00 b	0,00 b	1,34 ab	
Zantedeschia eliottiana (genótipo 2)	71,43 a	34,66 ab	5,28 bc	0,00 c	1,34 c	
As médias seguidas de mesma letra minúscula, nas linhas, não diferem entre si pelo teste de Duncan, ao nível de 5%.

Conforme o esperado, em todas as espécies, houve contaminação dos explantes em sua totalidade ou em percentagens variáveis (100,0% a 1,33%) na solução controle. Verificou-se, também, que as concentrações de 1,5% e 2,0% de cloro ativo propiciaram um menor número de explantes contaminados em 12 das 14 espécies estudadas e as concentrações de 0,5% e 1,0% foram efetivas para 8 e 10 das espécies analisadas, respectivamente (Tabela). 
Poder-se-iam justificar os maiores níveis de material contaminado pelo fato de alguns explantes terem sido extraídos de plantas-matriz cultivadas em jardins, como é o caso da Zantedeschia aethiopica (variedade verde). No entanto, Philodendron sp., que apresentou graus de contaminação médios a altos, estava sendo mantido em vaso, no ambiente de laboratório, há muito tempo. Já, a espécie Monstera deliciosa, que apresentou baixíssima porcentagem de contaminação, estava no entorno de um jardim público, local com constante movimento de carros e pedestres.
As concentrações recomendadas, na literatura revisada, concordam com as encontradas no presente trabalho. Para Dodds & Roberts [3], melhores resultados para desinfestação dos explantes são obtidos quando se utilizam concentrações menores de hipoclorito de sódio, isso, devido ao fato de que o aumento da concentração de cloro ativo leva a um aumento do pH da solução desinfestante, o que dificulta a ação do produto com conseqüente diminuição da eficiência. Rocha [8] recomendou a concentração de cloro ativo de 1,5% para explantes foliares do gênero Caladium. Segundo esta autora, também, as menores concentrações de hipoclorito de sódio proporcionaram menor número de explantes contaminados de Anthurium andraeanum, para o qual 1,43% de cloro ativo seria a concentração ideal para a desinfestação de seus explantes foliares. No protocolo, descrito por Ferreira [5], para explantes foliares da variedade ‘Funny Pynk’ de crisântemo (Dendranthema grandiflorum), são recomendadas as concentrações de 0,5% a 1,5% de cloro ativo. Tavares et al. [12] obtiveram o melhor nível de desinfestação com a concentração de 1,0 % de cloro ativo para explantes de Griffinia hyacinthina. Para camomila romana (Anthemis nobilis), Thies [13] obteve menor média de contaminação quando o material foi desinfestado nas concentrações de NaClO com 1,0% e 1,5% de cloro ativo. Biasio [1], também, utilizou solução de hipoclorito de sódio a 1,0% de cloro ativo para desinfestação de diferentes explantes de camomila romana. Silva et al. [10] utilizaram solução comercial de hipoclorito de sódio com concentrações de cloro ativo bem mais baixas (0,4; 0,6 e 0,8%), em segmentos caulinares de inhame roxo (Dioscorea rotundata) e concluíram que estes tratamentos não foram eficientes, havendo contaminação por fungos e bactérias em taxas que variaram de 66,7 a 100,0%.

4.	CONCLUSÃO

Verificou-se que a concentração ideal de NaClO, para a desinfestação de explantes de espécies ornamentais da família Araceae, é variável e dependente do genótipo. No entanto, a variação das concentrações situa-se em uma pequena faixa, entre 0,5% a 2,0% de cloro ativo.

5.	REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

 [1] BIASIO, S. Cultura de Tecidos e Micropropagação de Anthemis nobilis L. 1997, 92 f. Dissertação de Mestrado em Biotecnologia, Universidade de Caxias do Sul, Caxias do Sul, 1997. 
[2] CASTRO, C. E. F. Técnicas e potencialidades da micropropagação em floricultura e plantas ornamentais. In: IV CONGRESSO BRASILEIRO DE FLORICULTURA E PLANTAS ORNAMENTAIS, 1984, Brasília, Anais. Rio de Janeiro: EMBRAPA-DDT, 1984.
[3] DODDS, J. H.; ROBERTS, L. W. Experiments in plant tissue culture. 3 ed. Cambridge University Press, 1999. 230p.
[4] DONINI, L. P. Preparo de Lâminas Foliares de Aráceas Ornamentais: Desinfestação e Tratamento Antioxidante. Pelotas. RS. 54 f. Monografia de conclusão de Curso de Bacharelado em Ciências Biológicas, Universidade Federal de Pelotas. 2004.
[5] FERRREIRA, I. T. Propagação in vitro de crisântemo ‘Funny Pynk’. Pelotas, RS. 40 f. Dissertação de mestrado FAEM, Universidade Federal de Pelotas. 2003.
[6] HIRATA, M. H. & MANCINI FILHO, J. Manual de biossegurança.  1 ed. Barueri, SP: Ed. Manole, 2002. 496p
[7] MURASHIGE, T., SKOOG, F.  A revised medium for rapid growth and bioassays with tabacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, v. 15, p. 473-97. 1962.
[8] ROCHA, M. T. R. Cultura de tecidos: uma alternativa para a multiplicação dos gêneros Anthurium e Caladium. Pelotas, RS. 81 f. Dissertação de mestrado FAEM, Universidade Federal de Pelotas. 1999.
[9] SEGEREN, M. I.; CAMPOS, K. J. P.; CORRÊA, M. G. S.; DIAS, J. C. S. Avaliações de fitossanidade de clones de orquídeas no laboratório Proclone. In: XIV Congresso Brasileiro de Floricultura e plantas Ornamentais e I Congresso Brasileiro de Cultura de Tecidos, 2003, Lavras, MG, Anais. Lavras: UFLA/FAEPE, 2003, p.423.
[10] SILVA, R. M. dos S.; BLANK, M. de F. A.; ÂNGELO, P. C. da S.  Desinfestação de explantes de inhame roxo (Dioscorea rotundata, Poir) coletados no campo para micropropagação. In: XIV Congresso Brasileiro de Floricultura e plantas Ornamentais e I Congresso Brasileiro de Cultura de Tecidos, 2003, Lavras, MG, Anais. Lavras: UFLA/FAEPE, 2003, p.329
[11] SILVEIRA, R. B. A. (Adaptação de José, A. R. S./UESB) Floricultura no Brasil. Sociedade Brasileira de Flores e Plantas Ornamentais, 1993.
[12] TAVARES, A. R.; BETANZOS, R. A.; FRANCISCO, A. A.; PEREIRA, I. T. M.; SILVEIRA, R. B. A.; AGUIAR, F. F. A. Micropropagação de Griffinia hyacinthina (Ker-Gaw.)  Ker-Gaw., Amaryllidaceaea nativa da Mata Atlântica. Revista Brasileira de Horticultura Ornamental. v.5, nº 1, p. 87-92, 1999.
[13] THIES, S. F. Camomila Romana (Anthemis nobilis): Cultura de tecidos e citogenética. Pelotas. RS. 48 f. Monografia de conclusão de Curso de Bacharelado em Ciências Biológicas, Universidade Federal de Pelotas. 2000.
[14] ZONTA, E.P., MACHADO, A. A. SANEST - Sistema de Análise Estatística para Microcomputadores. Registrado na Secretaria Especial de Informática sob nº 066060 - categoria A. Pelotas, RS: Universidade Federal de Pelotas.