ESTABELECIMENTO IN VITRO DE ARAÇÁ, CV. IRAPUÃ: EFEITO DO TIPO DE RAMO E DO REGIME DE LUZ SUBMETIDO À PLANTA MATRIZ1

Souza, J. A. 2*; Schuch, M. W. 3; Silva, L. C.4; Antunes, L. E. C.5

1Laboratório de Micropropagação de Plantas Frutíferas; Apoio MCT-CNPq, FAPERGS.
2* Doutoranda do Programa de Pós-Graduação em Agronomia, área de concentração em Fruticultura de Clima Temperado, FAEM/UFPel. E-mail: joseas@ufpel.tche.br Bolsista CNPQ.
3 Engenheira Agrônoma, Dra., Professora do Departamento de fitotecnia, FAEM/UFPel. 
Caixa Postal 354, 96010-900, Pelotas, RS. E-mail: marciaws@ufpel.tche.br
4 Mestranda do Programa de Pós-Graduação em Agronomia, área de concentração em Fruticultura de Clima Temperado, FAEM/UFPel. E-mail: lucianecouto@yahoo.com.br Bolsista CAPES.
5 Engenheiro Agrônomo, Dr., Pesquisador da Embrapa Clima Temperado. Caixa Postal 403, 
BR 392 Km 78 Pelotas, RS.

INTRODUÇÃO
	O araçá é uma fruteira nativa da América do Sul, pertencente à família Myrtaceae, gênero Psidium [7]. Atualmente, esta espécie está sendo estudada por diversos pesquisadores principalmente pelas excelentes características dos seus frutos que, em alguns casos, chegam a possuir proporcionalmente entre quatro a sete vezes, ou mais de vitamina C, quando são comparadas as frutas cítricas, além de excelente aceitação por parte dos consumidores brasileiros [5].   
O araçazeiro é considerado de difícil propagação vegetativa, por este motivo o método de propagação mais utilizado é através de sementes [2].  Porém a cultura de tecidos através da micropropagação pode ser uma alternativa viável na produção comercial de mudas, produzindo-as durante todo o ano, obtendo plantas com elevada qualidade sanitária.
O estabelecimento in vitro, principalmente no caso de espécies lenhosas como a maioria das plantas frutíferas, apresenta dois problemas principais, a contaminação e a oxidação. Entretanto a manutenção das plantas matrizes em casa de vegetação mediante a aplicação de fungicida, bactericida e protegida de intempéries pode ser uma medida preventiva contra a contaminação dos explantes.
Outro tratamento que pode ser dado à planta matriz é o estiolamento dos ramos, pois as plantas lenhosas sendo mantidas a plena luz, estariam sintetizando maior quantidade de fenóis, os quais intoxicam os explantes ao se oxidarem in vitro [4].
O estado fisiológico da planta de onde são retirados os explantes também afeta o estabelecimento in vitro, e a retirada dos mesmos deve ser feita de preferência a partir de brotações novas que são formadas durante a fase ativa de crescimento de plantas bem nutridas [4]. Segundo os autores [3], estacas herbáceas apresentam alta atividade meristemática e baixo grau de lignificação, já as semi-lenhosas são mais lignificadas e quanto mais lignificadas maior a dificuldade de enraizamento na propagação por estaquia, isso também influenciando no estabelecimento in vitro.  
Este trabalho teve como objetivo avaliar o efeito do regime de luz submetido à planta matriz e do tipo de ramo utilizado no estabelecimento in vitro de araçá, cultivar Irapuã.

MATERIAL E MÉTODOS
O trabalho foi realizado no Laboratório de Micropropagação de Plantas Frutíferas, Departamento de Fitotecnia da Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel, da Universidade Federal de Pelotas, RS. O material vegetal utilizado foram mudas de araçá cultivar Irapuã, cedidas pela Embrapa-Clima Temperado.
Os tratamentos constituíram-se de diferentes regimes de luz nas plantas matrizes na casa de vegetação (com luz e escuro durante 15 dias), de dois tipos de ramos doadores de explantes (semi-lenhoso e herbáceo) e cinco datas de avaliação (7, 14, 21, 30 e 45 dias), totalizando 20 tratamentos. O delineamento experimental utilizado foi inteiramente casualizado, com quatro repetições por tratamento. Cada repetição constituiu-se de cinco tubos de ensaio com um explante.
	O explante constituiu-se de segmento nodal extraído de material cultivado em casa de vegetação. Visando diminuir a contaminação in vitro, as mudas, foram pulverizadas semanalmente, por duas semanas consecutivas, com antibiótico Agrimicina (Estreptomicina) e fungicida Benlat (Benomil) nas doses de 2,4gL-1 e 0,6gL-1, respectivamente.
	Na coleta do material, os ramos foram cortados com comprimento de aproximadamente 30cm e levados no escuro até o laboratório, onde permaneceram por cerca de 3 minutos em água corrente, após foi feito toalete, segmentando-os e eliminando-se as folhas na altura do pecíolo, sendo em seguida os segmentos desinfestados em câmara de fluxo laminar onde o material foi colocado em álcool 70% por 10 segundos, seguindo pela imersão em uma solução de hipoclorito de sódio (concentração de 2,5%), adicionada de 2 gotas de Tween 20, pelo período de 10 minutos e após lavados por três vezes em água destilada e autoclavada. 
	O meio de cultura utilizado foi o MS [6], acrescido de 5M de BAP, sendo o pH ajustado para 5,8 antes da inclusão do ágar na concentração de 6gL-1 e, posteriormente, autoclavado a 121ºC e 1,5atm por 20 minutos. Foram utilizados tubos de ensaio com 10mL de meio de cultura. 
	Após a inoculação, os explantes permaneceram no escuro, por um período de 7 dias, visando diminuir a oxidação fenólica. Em seguida foram transferidos para sala de crescimento com fotoperíodo de 16 horas luz, temperatura de 25  2ºC e densidade de fluxo de fótons do período de luz de 27molm-2s-1.
	Aos 7, 14 e 21 dias de cultivo avaliou-se a porcentagem de contaminação fúngica e bacteriana além da porcentagem de explantes oxidados. Aos 30 e 45 dias de cultivo além das variáveis analisadas anteriormente foi avaliado a sobrevivência e o estabelecimento dos explantes. A sobrevivência foi indicada pela coloração verde do explante e o estabelecimento foi determinado pelo desenvolvimento dos primórdios foliares no explante. 
	Os dados foram submetidos à análise de variância e as médias dos tratamentos comparadas estatisticamente pelo teste de Duncan, através do uso do programa estatístico SANEST [10]. Os dados em porcentagem foram transformados em arco seno da raiz quadrada de x/100, onde x é o percentual obtido.

RESULTADOS E DISCUSSÃO
	A análise da variância permitiu verificar que para percentagem contaminação fúngica o tipo de ramo foi altamente significativo (α=0,01), sendo que o ramo semi-lenhoso apresentou maior contaminação que o ramo herbáceo, apresentando 72,83% e 20,88%, respectivamente.
	Para percentagem de contaminação bacteriana verificou-se que o fotoperíodo, o tipo de ramo utilizado e os dias de avaliação do experimento foram altamente significativos (α=0,01). O desdobramento das médias pelo teste de Duncan a 5% de probabilidade permitiu verificar que os explantes coletados de plantas matrizes mantidas na luz e o ramo semi-lenhoso apresentaram maior contaminação bacteriana (Tabela 1). Verificou-se que aos 14 dias ocorreu maior percentagem de contaminação bacteriana (Figura 1).
Tabela 1 – Percentagem de contaminação bacteriana observada em explantes de araçá , cv. Irapuã após 45 dias de cultivo in vitro
Percentagem de contaminação bacteriana 	
Regime de luz	
Com luz	Escuro por 15 dias	
97,50 a	84,80   b	
Tipo de ramo	
Semi-lenhoso	Herbáceo	
99,00 a	80,37   b	
Letras distintas dentro de cada linha diferem entre si pelo teste de Duncan a 5%

Figura 1 – Percentagem de contaminação bacteriana observada em explantes de araçá cv. Irapuã, aos 7, 14, 21 e 30 dias de cultivo in vitro.
	Para a variável percentagem de oxidação dos explantes a análise da variância permitiu verificar que o tipo de ramo foi altamente significativo (α=0,01), sendo que o ramo herbáceo apresentou maior oxidação que o ramo semi-lenhoso, apresentando 2,82% e 0,02%, respectivamente. Segundo Sato et al [8] a oxidação e contaminação são problemas no estabelecimento in vitro de espécies nativas, em função de suas características peculiares.  
	Para a percentagem de sobrevivência dos explantes a análise da variância permitiu verificar que o regime de luz e o tipo de ramo utilizado foram altamente significativos (α=0,01). O desdobramento das médias pelo teste de Duncan permitiu verificar que explantes retirados de plantas matrizes que foram mantidas no escuro e explantes de ramos herbáceos apresentaram maior percentagem de sobrevivência (Tabela 2).
Tabela 2 – Percentagem de sobrevivência observada em explantes de araçá cv. Irapuã após 45 dias de cultivo in vitro
Percentagem de sobrevivência 	
Regime de Luz	
Escuro por 15 dias	Com luz	
11,44 a	1,34   b	
Tipo de ramo	
Herbáceo 	Semi-lenhoso	
15,38 a	0,34   b	
Letras distintas dentro de cada linha diferem entre si pelo teste de Duncan a 5%
Resultados semelhantes foram encontrados por Silveira et al [9], que observaram maior percentagem de sobrevivência, brotação e enraizamento em estacas de abacateiro submetidas ao estiolamento.  
Para a variável percentagem de estabelecimento a análise da variância permitiu verificar que houve interação entre o regime de luz e o tipo de ramo utilizado, sendo que o ramo herbáceo mantido no escuro apresentou maior estabelecimento em comparação com o ramo mantido em condições normais de iluminação, apresentando 29,50% e 2,99%, respectivamente. Segundo Grattapaglia e Machado [4] a manutenção de ramos no escuro estimula o estiolamento, permitindo a obtenção de explantes adequados. Também Assis e Teixeira [1] afirmam que tanto a formação de parte aérea como de raiz são influenciadas pelo fotoperíodo, ao qual os explantes são expostos.

CONCLUSÕES
	O tipo de ramo herbáceo apresentou menor contaminação fúngica e bacteriana, porém apresentou maior oxidação dos explantes no estabelecimento in vitro de araçá.
	Explantes obtidos de plantas matrizes mantidas no escuro apresentaram menor contaminação bacteriana.
	A maior porcentagem de sobrevivência e estabelecimento in vitro de araçá cv. Irapuã foi observada em ramos herbáceos retirados de plantas matrizes mantidas no escuro.
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
[1] ASSIS, T. F.; TEIXEIRA, S. L. Enraizamento de plantas lenhosas. In: TORRES, A. C.; CALDAS, L. S.; BUSO, J. A. Cultura de tecidos e transformação genética de plantas. Brasília: Embrapa-SPI/Embrapa-CNPH, 1998, p. 183-260.
[2] DONADIO, L. C.; MÔRO, F. V.; SERVIDONE, A. A. Frutas brasileiras. Jaboticabal: Novos Talentos, 2002. 288p.
[3] FACHINELLO, J. C.; HOFFMANN, A.; NACHTIGAL, J. C.; KERSTEN, E.; FORTES, G. R. L. Propagação de plantas frutíferas de clima temperado. Pelotas: Editora UFPEL, 1995. 179p.
[4] GRATTAPAGLIA, D.; MACHADO, M. A. Micropropagação. In: TORRES, A. C.; CALDAS, L. S.; BUSO, J. A. Cultura de tecidos e transformação genética de plantas. Brasília: Embrapa-SPI/Embrapa-CNPH, 1998, p. 183-260.
[5] MANICA, I. Frutas nativas, silvestres e exóticas 1: técnicas de produção e mercado: abiu, amora-preta, araçá, bacuri, biriba, carambola, cereja-do-rio-grande, jabuticaba. Porto Alegre: Cinco Continentes, 2000. 327p.
[6] MURASHIGE, T.; SKOOG, F. A revised medium for rapid growth and biossay with tabacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, Kobenhavn, v. 15, p.473-497, 1962.
[7] RASEIRA, M. C. B.; RASEIRA, A. Contribuição ao estudo do araçazeiro, Psidium cattleyanum. Pelotas: Embrapa-CPACT, 1996. 95p. 
[8] SATO, A. Y.; DIAS, H. C. T.; ANDRADE, L. A.; SOUZA, V. C. Micropropagação de Celtis sp: controle da cantaminação e oxidação. Cerne, v. 7, n. 2, p. 117 – 123, 2001. 
[9] SILVEIRA, S. V.; SOUZA, P. V. D.; KOLLER, O. C. Propagação vegetativa de abacateiro por estaquia. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 26, n. 1, p. 191-192, 2004.
[10] ZONTA, E. P.; MACHADO, A. A. SANEST – Sistema de análise estatística para microcomputadores. Pelotas: DMEC/IFM/UFPel, 1987. 138p.