TEORES DE AÇÚCARES SOLÚVEIS TOTAIS EM FOLHAS DE PLANTAS JOVENS DE MILHO EM FUNÇÃO DE DIFERENTES DOSES DE GLUTAMINA

Freire, M. A.1*; Badinelli, P.G.2; Kerber, R. S.2; Santos, M. Q. 2; Oliveira, C. S. 2;
Nascimento, R. do3

1PPG Fisiologia Vegetal/UFPEL, 2Agronomia/UFPEL , 3Departamento de Botânica/UFPEL.
* mfreire@vetorial.net

1.	INTRODUÇÃO

O milho em função de seu potencial produtivo, composição química e valor nutritivo é um dos mais importantes cereais cultivados e consumidos no mundo [1]. Devido a este fato diversos grupos de pesquisa trabalham com o intuito de tornar a cultura do milho cada vez mais produtiva.
A adubação nitrogenada é um dos fatores que mais contribui para o aumento da produtividade do milho e nesse aspecto o nitrogênio (N) desempenha um papel fundamental, sendo conhecida a importância do mineral quanto as suas funções no metabolismo das plantas. Entretanto, a eficiência na utilização do N disponível no adubo é geralmente baixa, o que parece depender, dentre outros fatores, da concentração do mineral no solo e perdas pelo processo de lixiviação [2].
Plantas de milho apresentam elevada demanda por N nas fases iniciais de desenvolvimento. O nutriente é utilizados na formação dos órgãos vegetativos e síntese de moléculas envolvidas em diversos processos celulares, como aminoácidos, proteínas, enzimas, pigmentos, hormônios e ácidos nucléicos. 
A produtividade primária vegetal depende, em grande parte, da capacidade que a planta tem de adquirir, metabolizar e utilizar assimilados de carbono (C) e N. Para cereais em geral há uma relação C:N de aproximadamente 44% de C para 1,5 de N, demonstrando a importância da atividade fotossintética durante o crescimento e desenvolvimento das plantas. O metabolismo do N tem importante função na produção de assimilados carbonados e sua utilização durante o metabolismo celular vegetal. De forma que, a utilização de fontes alternativas de N que possam aumentar a eficiência no seu uso pela planta, podem influenciar na produção de carboidratos como sacarose, glicose e frutose [3].
Assim o objetivo da pesquisa foi avaliar o teor de açúcares solúveis totais, redutores e não redutores em folhas de plantas de milho submetidas a diferentes doses de glutamina como fonte de N.

2. MATERIAL E MÉTODOS

Sementes de milho (Zea mays L.) de quatro cultivares (BRS 3060, BRS Planalto, BR 5205 Pampa e CPA 144) fornecidas pela Embrapa Clima Temperado foram semeadas em vasos de polietileno com capacidade para 1L, contendo areia lavada. Em cada vaso foram semeadas três sementes, permanecendo apenas uma planta por vaso, após desbaste que ocorreu aos três dias após a emergência (DAE). Até os 10 DAE as plantas receberam apenas água. As plantas permaneceram em casa de vegetação climatizada com temperatura controlada de 25°C.
A partir dos 10 DAE os tratamentos foram distribuídos, os quais consistiram de glutamina (GLN) nas concentrações de 0,5 e 50 mM. Utilizou-se um volume final de  20mL em cada aplicação, com intervalo de três dias entre as mesmas. Entre as aplicações das soluções nitrogenadas, foi aplicada solução completa de Hoagland & Arnon [4] sem N. Aos 30 DAE as plantas foram coletadas, sendo retirado amostras de folhas que foram acondicionadas em frascos contendo etanol 80% quente e mantidas a baixas temperaturas até o momento do processamento.
Para a extração de açucares solúveis totais, o material vegetal foi macerado em graal com etanol quente a 80%. O extrato obtido foi centrifugado por 10 minutos, o precipitado foi novamente ressuspenso em 3 mL de etanol quente e centrifugado, repetindo-se o processo por três vezes, e os sobrenadantes combinados. O volume final foi completado para 25 mL e desse extrato etanólico, 10 mL foram colocados em funil de separação, onde foi adicionado 10 mL de clorofórmio. Após uma leve agitação e um período de 5 minutos de repouso, a fase aquosa foi coletada e a fase clorofórmica foi submetida a três lavagens sucessivas com 1,0 mL de água destilada, sendo estas fases aquosas combinadas com a anterior. O extrato aquoso foi evaporado em forno microondas. Após a evaporação foram adicionados 3,0 mL de água e colocou-se no freezer para posterior quantificação.
Na quantificação de açúcares totais, pipetou-se 0,1 mL do extrato em tubo de ensaio com tampa rosqueável e o volume foi completado para 1,0 mL com água destilada, a seguir os tubos de ensaio foram mergulhados em banho de gelo por 5 minutos. Posteriormente, pipetou-se 5,0 mL do reativo de antrona em cada tubo de ensaio, agitou-se no vórtex, após o que os tubos colocados em banho-maria fervente durante 10 minutos, seguido de um banho de gelo. As leituras foram realizadas em espectrofotômetro no comprimento de onda de 620 nm [4].
Para determinar o teor de açúcares redutores, foi empregado 0,1 mL do extrato utilizado para açúcares totais em tubo de ensaio com tampa rosqueável e completou-se o volume para 1,0 mL com água destilada, adicionou-se 1,0 mL do reativo de Nelson AB. Os tubos foram aquecidos em banho-maria por 20 minutos e resfriados em banho de gelo. Após foi adicionado 1,0 mL de solução arsenomolibdica e agitado no vórtex por 5 minutos. Logo foram adicionados 7,0 ml de água destilada e novamente os tubos foram agitados em vórtex e efetuou-se a leitura em espectrofotômetro a 540 nm [5].
Os açúcares não redutores foram estimados pelas diferenças entre os teores de açúcares solúveis totais e redutores.
Os tratamentos com seis repetições, foram dispostos inteiramente ao acaso e seus efeitos submetidos ao teste de Tukey à 5% de probabilidade pelo programa ESTAT for Windows [6].
 
3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os teores de açúcares solúveis totais (CHST), as cultivares BRS 3060 e BR 5202 Pampa não demonstraram diferenças significativas entre os níveis de glutamina utilizados. Entretanto a cultivar BRS Planalto demonstrou que a aplicação das fontes nitrogenadas acarretou em aumento no teor de CHST em relação ao controle sem N. No entanto não houve diferença entre os níveis de GLN aplicados. Já CPA 144 teve o menor teor para o nível de 50 mM de glutamina, fato que ocorreu também para BRS 3060 e BR 5202 Pampa. 
Foi observada diferença na produção de CHST entre as cultivares analisadas. Sob a menor disponibilidade de N, as cultivares mais efetivas no acúmulo do teor de CHST foram as BRS 3060 e BRS 5202 Pampa e as menos efetivas foram BR Planalto e CPA 144. Quando se elevou o nível de GLN para 50 mM, o comportamento foi semelhante daquele observado anteriormente (0,5 mM). No entanto a diferença entre as cultivares mais e menos efetivas se acentuou. 

Fig. 2

Fig. 1

FIGURAS 1 e 2. Teores de açúcares solúveis (comparação entre doses [Fig. 1] e entre cultivares [Fig. 2]) em folhas de plantas jovens de milho em função de diferentes doses de glutamina. Médias seguidas de uma mesma letra minúscula, não diferem entre si pelo Teste de Tukey a 5% de probabilidade.

Fig. 4

Fig. 3

FIGURAS 3 e 4. Teores de açúcares redutores (comparação entre doses [Fig. 3] e entre cultivares [Fig. 4]) em folhas de plantas jovens de milho em função de diferentes doses de glutamina. Médias seguidas de uma mesma letra minúscula, não diferem entre si pelo Teste de Tukey a 5% de probabilidade.

Fig. 6

Fig. 5

FIGURAS 5 e 6. Teores de açúcares não redutores (comparação entre doses [Fig. 5] e entre cultivares [Fig. 6]) em folhas de plantas jovens de milho em função de diferentes doses de glutamina. Médias seguidas de uma mesma letra minúscula, não diferem entre si pelo Teste de Tukey a 5% de probabilidade.
Para açúcares redutores as cultivares BRS 3060, BR 5202 Pampa e CPA 144 obtiveram o maior teor para a concentração de 0,5mM de glutamina, enquanto BRS Planalto apresentou o maior teor na concentração de 50mM de glutamina. A BRS Planalto apresentou um incremento dos açúcares redutores com o aumento da disponibilidade de N aplicado ao solo. 
As cultivares seguiram o mesmo padrão para açúcares não redutores, tendo BRS Planalto um maior teor em 50 mM de glutamina e as outras no nível de 0,5 mM.
Observando a comparação entre as cultivares em cada nível de glutamina isolado, o resultado foi semelhante para açúcares solúveis e não redutores. BRS 3060 e BRS Planalto foram as mais eficientes para 0,5 mM e 50 mM de glutamina. Já para açúcares redutores somente a cultivar BRS 3060 foi eficiente para os níveis utilizados.
	Ao que parece, as mudanças na condição de deficiência (0,5 mM) para suficiência (50 mM) de N, acarretou em alterações no metabolismo de carboidratos nas plantas de milho. A produtividade de biomassa das plantas pode ser influenciada pela capacidade que apresentam na aquisição, metabolismo e utilização de fontes de N. Assim, o metabolismo do N, ou seja, a absorção e assimilação deste nutriente, pode influenciar na produção de compostos carbonados como os carboidratos [3]. Vários autores relatam que plantas de milho apresentam respostas diferentes a fertilização nitrogenada e que isto pode afetar o metabolismo de carboidratos nas plantas [7,8]

4. CONCLUSÕES

	BRS 3060, BR 5202 Pampa e CPA 144 obtiveram seus maiores teores de açúcares para o nível de 0,5 mM de GLN, demonstrando que a produção de carboidratos não esta ligada diretamente a absorção de N. Entretanto a cultivar BRS Planalto demonstrou um acréscimo dos teores de açúcares com  o aumento na concentração de N no solo.
	Na concentração de 0,5 mM a cultivar BRS 3060 foi a mais eficiente na síntese de açúcares, enquanto BRS Planalto foi a mais eficiente para o nível de 50 mM.

5.	REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

[1] FANCELLI, A. L.; NETO, D. D. Produção de Milho. Guaíba: Agropecuária, 2000.
[2] GAMBOA, J.; PAREZ, G.; BLASCO, M. Um modelo para descobrir processos de retencion y lixiviacion em suelos. Turrialba, v.21, p. 312-316, 1971.
[3] BELOW, F. E. Nitrogen metabolism and crop productivity. In: PESSARAKLI, M. Handbook of plant and crop physiology. New York: Marcel Dekker, 1995. p. 275-301.
[4] HOAGLAND, D. R.; ARNON, D. I. The water culture method for growing plants without soil. California Agricultural Experimental Station. 1938, circ. 347, p. 1-39.
[5] HODGE e HODFREITER, 1962
[6] NELSON,1944; SOMOGY,1952
[7] SMICIKLAS, K. D.; BELOW, F. E. maydica, 35:209 (1990) 
[8]TSAI, C. Y.; HUBER, D. M.; GLOVER, D. V.; WARREN, H. L. Crop Science, 24:277, 1984.